Protocoles standards de colorations histologiques

• Hematoxylin-Eosin (H&E)

Toluol 3 x 5 min

Éponger sur papier absorbant

Isopropanol 3 x 5 min

eau courante 5 min

eau dist. 5 min

Éponger sur papier absorbant

Hématoxyline de Mayer (VWR-Klinipath # VWRK64040/1) 10 min

eau courante 5 min

eau dist. 5 min

Éponger sur papier absorbant

Solution aqueuse Eosine jaunâtre 0.5 % (Carl Roth #X883.2) 4 min

eau courante 30 sec

eau dist. 30 sec

Laisser sécher à l'air 15 min

Montage: Sakura Tissue-Tek Film

 

► Résultat

noyaux: bleu foncé

cytoplasme: rose foncé

collagène, élastine, érythrocytes: rouge-orange

 

• Picro-Sirius red

Toluol    3x5 min

Éponger sur papier absorbant

Isopropanol 3 x 5 min

eau courante 3 min

eau dist. 3 min

Éponger sur papier absorbant

Acide phosphomolybdique (Roth #4440.3, poudre à conserver à 4°C) 2% frais  2min

eau courante 3 min

eau dist. 3 min

Éponger sur papier absorbant

Direct Red 80 (cfr ci-dessous) 2 heures à l’abri de la lumière (cette solution peut être ré-utilisée plusieurs fois)

Éponger sur papier absorbant

HCl 0,01N  frais  2min

Éponger sur papier absorbant

eau dist.  bain très rapide (5 secondes)

Méthanol absolu très rapide (3 x 10 allers-retours)

Éponger sur papier absorbant

Xylene 3 x 5 min

Montage (Dako coverslipper)

 

► Pour les coupes congelées :

Enlever l’OCT au PBS    3x3 min

eau dist 3 min

Bouin    30 min

Rincer à l'eau courante puis distillée

Acide phosphomolybdique (Roth #4440.3) 1,5% frais  2min

eau courante puis distillée

Direct Red 80 (cfr ci-dessous) 2 heures à l’abri de la lumière

HCl 0,01N  frais  2min

eau dist.  bain très rapide

Méthanol absolu très rapide

Éponger sur papier absorbant

Xylene 3 x 5 min

Montage (Dako coverslipper)

 

► Solution Sirius Red (100ml)

0,1 % Direct Red 80 (Sigma#365548) dans une solution saturée d’acide picrique (Sigma #P6744).

NB : préparer la solution de colorant 24h avant utilisation pour que le précipité orange se dépose.

 

► Résultat

collagène: rouge

bruit de fond: jaune

 

• Trichrome bleu de Masson

Toluol 3 x 5 min

Éponger sur papier absorbant

Isopropanol 3 x 5 min

eau courante 3 min

eau dist. 3 min

Éponger sur papier absorbant

Hématoxyline de Mayer (Sigma # MHS32) 10 min

eau courante 3 min

eau dist. 3 min

Éponger sur papier absorbant

Ponceau-Fuschine (cfr ci-dessous)  15 min

eau dist.  1 bain rapide (10 sec)

Éponger sur papier absorbant

Acide phosphomolybdique (Roth #4440.3) 1.5%  frais  5 min

eau dist 1 bain rapide ( 10 sec )

Éponger sur papier absorbant

Bleu d’aniline (cfr ci-dessous) 1 min

Éponger sur papier absorbant

Acide phosphomolybdique (Roth #4440.3) 1.5%  frais  5 min

eau dist 1 bain rapide ( 10 sec )

Éponger sur papier absorbant

Méthanol rapide ( 3 x  10 sec )

Éponger sur papier absorbant

Xylene 3x 5 min

Montage (Dako coverslipper)

 

► Solution Ponceau-Fuschine :

1 gr de Ponceau – Xylidine (Sigma #P2395-25g) dans 100 ml d’H₂O distillée, porter à ébullition et après refroidissement ajouter 1 ml d’acide acétique glacial (VWR #20104.243)

1 gr de Fuschine acide (Merck #1.05231.0025) dans 100 ml d’H₂O distillée, porter à ébullition et après refroidissement ajouter 1 ml d’acide acétique glacial (VWR #20104.243)

Prendre 20 ml de chaque solution-mère et porter à 400 ml avec de l’H₂O distillée

► Solution Bleu d'aniline :

1 gr de Bleu d’aniline (Roth #4002.2) dans 100 ml d’H₂O distillée.

Porter à ébullition, après refroidissement  + 1 ml d’acide acétique glacial (VWR #20104.243)

 

► Résultat

collagène: bleu

noyaux: noir

muscle, cytoplasme, kératine: rouge-mauve